แนวทางการผลิตโรติเฟอร์ (Brachionus rotundiformis) ในรูปแบบเข้มข้นเพื่อการค้า : การผลิต และการเก็บรักษา
Guidelines for Production of Rotifer (Brachionus rotundiformis) in Concentrate Forms to Commercial: Production and Preservation
Keywords:
โรติเฟอร์ในรูปแบบเข้มข้น , การผลิต , การเก็บรักษา, rotifer in concentrate forms , production, preservationAbstract
การศึกษานี้มีวัตถุประสงค์เพื่อศึกษารูปแบบการผลิต และการเก็บรักษาโรติเฟอร์ (Brachionus rotundiformis) ในรูปแบบเข้มข้นเพื่อการค้า ผลการศึกษาพบว่า การเลี้ยงโรติเฟอร์ด้วยแพลงก์ตอนพืชสกุล Nannochloropsis sp. ที่ปริมาณเซลล์ประมาณ 105 เซลล์/มิลลิลิตร นาน 3 วัน มีความเหมาะสมต่อการผลิตเพื่อเก็บเกี่ยวผลผลิตในรูปแบบเข้มข้น โดยโรติเฟอร์จะมีอัตราการเจริญเติบโตเฉลี่ยอยู่ที่ 1.6±0.5 ตัว/วัน ผลผลิตเฉลี่ยอยู่ที่ 117.0±17.4 กรัม/ปริมาตรน้ำ 1 ตัน มีปริมาณโปรตีนเฉลี่ยเท่ากับร้อยละ 32.0±3.8 ต่อน้ำหนักแห้ง คาร์โบไฮเดรตเฉลี่ยเท่ากับร้อยละ 12.0±1.9 ต่อน้ำหนักแห้งไขมันเฉลี่ยเท่ากับร้อยละ 14.9±1.3 ต่อน้ำหนักแห้ง กรดไขมัน EPA เฉลี่ยเท่ากับ 1.4±0.0 มิลลิกรัม/กรัม และกรดไขมัน DHA เฉลี่ยเท่ากับ 0.3±0.1 มิลลิกรัม/กรัม ซึ่งหลังการเก็บเกี่ยวผลผลิตถ้าใช้กลีเซอรอลความเข้มข้นร้อยละ 15 โดยปริมาตร หรือวิตามินซีความเข้มข้นร้อยละ 3 โดยปริมาตร เป็นสารรักษาสภาพเซลล์ จะสามารถเก็บรักษาที่อุณหภูมิ -18 ถึง -20 องศาเซลเซียส ได้นานถึง 8 สัปดาห์ โดยไม่มีผลกระทบต่อสภาพเซลล์ การสะสมของปริมาณแบคทีเรีย และคุณค่าทางโภชนาการของผลผลิตที่เก็บรักษา การศึกษานี้แสดงให้เห็นว่า การผลิตโรติเฟอร์ในรูปแบบเข้มข้นตามรูปแบบการผลิตนี้สามารถเป็นอีก ทางเลือกหนึ่งสำหรับให้เกษตรกรรายย่อย หรือผู้สนใจทั่วไปนำไปใช้ประโยชน์ในการประกอบอาชีพต่อไปได้ The objectives of this study were to investigate the production and preservation of marine rotifer (Brachionus rotundiformis) in concentrate forms to commercial. The results showed that rotifer cultured by using Nannochloropsis sp. at cell density about 105 cell/ml for 3 days was optimal for rotifer production in concentrate forms. The average growth rate and productivity of rotifer were 1.6±0.5 rotifer/day and 117.0±17.4 g/1 ton of water, respectively. The average protein, carbohydrate and lipid contents of rotifer were 32.0±3.8, 12.0±1.9 and 14.9±1.3 % dry weight, respectively. The eicosapentaenoic acid (EPA) and decosahexaenoic acid (DHA) contents of rotifer were 1.4±0.0 and 0.3±0.1 mg/g, respectively. The post-harvest of rotifer in concentrate forms if usage of 15% glycerol, or 3% ascorbic acid as cryoprotectant agents (v/v) for preservation, its optimally stored by biomass-freezing (-18 to -20 ºC), and did not affect the cell condition, bacteria and proximate composition in product of rotifer in concentrate forms during stored at 8 weeks. This study indicates that an alternative option is to use production plan to rotifer in concentrate forms production in hatchery for small scale farming or other person in the future.References
Ajah, P.O. (2010). Mass culture of rotifer (Brachionus quadridentatus [Hermann, 1783]) using three different algal species. African Journal of Food Science, 4(3), 80-85.
A.O.A.C. (2000). Official Methods of Analysis. 17th ed., Virginia:. Association of Official Analytical Chemists.
Arkronrat, W., Deemark, P., & Oniam, V. (2016a). Growth performance and proximate composition of mixed cultures of marine microalgae (Nannochloropsis sp. & Tetraselmis sp.) with monocultures. Songklanakarin Journal of Science and Technology, 38(1), 1-5.
Arkronrat, W., Deemark, P., & Oniam, V. (2016b). Usage of trehalose as cryoprotecting agent on preservation of marine microalgae (Chlorellasp. and Chaetoceros calcitrans) in concentrate form. In 6th International Fisheries Symposium (IFS 2016). (p. 521). Vietnam: Can Thu.
Brand, J.J., & Diller, K.R. (2004). Application and theory of algal cryopreservation. Nova Hedwigia, 79(1-2), 175-189.
Conlon, J.M., Yano, K., Chartrel, N., Vaudry H., & Storey, K.B. (1998). Freeze tolerance inthe wool frog Rana sylvaticais associated with unusual structural features in insulin but not in glucagon. Journal of Molecular Endocrinology, 21, 153-159.
De Silva, S.S. & Davy, F.B. (2010). Success Stories in Asian Aquaculture. New York: Springer.
Dhert, P., Rombaut, G., Suantika, G., & Sorgeloos, P. (2001). Advancement of rotifer culture and manipulation techniques in Europe. Aquaculture, 200, 129-146.
Heasman, M.P., Sushames, T.M., Diemat, J.A., O, Connor, W.A., & Foulkes, L.A. (2001). Production of Micro-algal Concentrates for Aquaculture Part 2: Development and Evalution of Harvesting, Preservation, Storage and Feeding Technology. New South Wales: NSW Fisheries.
Liammai, S. (2018). Enrichment technique of rotifers with Isochrysis aff. Galbana clone T-Iso supplemented with nitrate under optimal salinity and light intensity. Bangkok: M.S. Thesis, Kasetsart University. (in Thai)
Linhart, O., Billard, R., &. Proteau, J.P. (1993). Cryopreservation of European catfish (Silurus glanis L.) spermatozoa. Aquaculture,115, 347-359.
Lubzens, E., Tandler, A., & Minkoff, G. (1989). Rotifer as food in aquaculture. Hydrobiologia, 186/187, 339-400.
Oniam, V., Arkronrat, W., & Deemark, P. (2019). Usage of trehalose as cryoprotectant agent on preservation of marine rotifer (Brachionus rotundiformis) in concentrate form at different storage. Journal of Fisheries Technology Research, 13(1), 75-87.
Patil, V., Kallqvist, T., Olsen, E., Vogt, G., & Gislerod, H.R. (2007). Fatty acid composition of 12 microalgae for possible use in aquaculture feed. Aquaculture International, 15, 1-9.
Thipkonglars, N. (2010). Developing some techniques for using chironomid larvulae (Diptera : Chironomidae) in Aquaculture. Bangkok: Ph.D. Thesis, Kasetsart University. (in Thai)
Wongrat, L. (2000). Manual of Plankton Culture. Bangkok: Kasetsart University. (in Thai)
