พัฒนาการของเอนไซม์ย่อยอาหารของปลาตะกรับ (Scatophagus argus Linnaeus, 1766)
Ontogeny of Digestive Enzymes in Spotted Scat (Scatophagus argus Linnaeus, 1766)
Keywords:
ปลาตะกรับ, Scatophagus argus, กิจกรรมของเอนไซม์ย่อยอาหาร, ระดับ pH ที่เหมาะสม, spotted scat, digestive enzyme activities, optimum pHAbstract
การศึกษาครั้งนี้มีวัตถุประสงค์เพื่อศึกษากิจกรรมของเอนไซม์ย่อยอาหารหลัก คือ เปปซิน ทริปซิน ไลเปส และอะไมเลส ในปลาตะกรับตั้งแต่อายุแรกฟักจนถึงอายุ 30 วัน โดยการวิเคราะห์ระดับ PH ที่เหมาะสมของกิจกรรมเอนไซม์แต่ละชนิดในอวัยวะย่อยอาหาร จากนั้นจึงทำการวิเคราะห์กิจกรรมของเอนไซม์ดังกล่าวในปลาวัยอ่อน ผลการศึกษาระดับ pH ที่เหมาะสมของเอนไซม์ในกระเพาะอาหาร พบว่าเปปซินมีกิจกรรมสูงสุดที่ pH 2.0 เท่ากับ 178.20±19.59 unit/mg protein (P<0.05) ในไส้ติ่ง และลำไส้ พบว่าทริปซินมีกิจกรรมสูงสุดที่ pH 8.0 เท่ากับ 7.71±1.46 และ 13.21±0.51 unitmg protein ตามลำดับ ไลเปสมีกิจกรรมสูงสุดในไส้ติ่งที่ pH 8.5 และในลำไส้ที่ pH 8.0 เท่ากับ 3.13±0.78 (P<0.05) และ 0.70±0.15 unit/mg protein (P<0.05) ตามลำดับ ส่วนอะไมเลสมีกิจกรรมสูงสุดที่ pH 7.0 เท่ากับ 177.79±15.38 และ 115.77±7.20 unitmg protein (P<0.05) ในไส้ติ่งและลำไส้ ตามลำดับ ผลการศึกษากิจกรรมของเอนไซม์ย่อยอาหารในปลาอายุแรกฟักถึง 30 วัน (ความยาวเหยียดเฉลี่ย 8.50±0.50 มิลลิเมตร และน้ำหนักเฉลี่ย 28.67±1.41 มิลลิกรัม) พบว่ากิจกรรมของเปปชินเพิ่มขึ้นอย่างต่อเนื่องจนถึงอายุ 30 วัน กิจกรรมของ ทริปซินมีการเพิ่มขึ้นอย่างช้าๆ จนถึงอายุ 15 วัน และเพิ่มขึ้นอย่างรวดเร็วเมื่อเข้าสู่วันที่ 17 จนถึงอายุ 30 วัน สำหรับกิจกรรมของไลเปสมีแนวโน้มเพิ่มขึ้นอย่างต่อเนื่อง และเพิ่มขึ้นอย่างรวดเร็วเมื่อลูกปลาอายุ 30 วัน ในส่วนของอะไมเลส พบว่าปลาอายุ 3-4 วัน มีระดับกิจกรรมของเอนไซม์ในระดับต่ำ มีการเพิ่มขึ้นอย่างช้า ๆ ในช่วงอายุ 5-21 วัน จากนั้นเพิ่มขึ้นอย่างรวดเร็วเมื่อลูกปลาอายุ 24-30 วัน ผลการศึกษาสามารถนำไปใช้เพื่อประเมินความสามารถการย่อยอาหาร และการเจริญเติบโตของลูกปลา ซึ่งเป็นข้อมูลพื้นฐานสำหรับการพัฒนาสูตรอาหารที่เหมาะสมสำหรับลูกปลาตะกรับแต่ละระยะได้ The study aimed at examining digestive enzyme activities of pepsin, trypsin, lipase and amylase in spotted scat from hatching to 30 days post hatching (DPH). Optimal pH for each digestive enzyme activity was determined in the first step. Subsequently, analysis of activities of the four enzymes were followed in the larval fish digestive system. For the optimal pH study, the highest pepsin activities (178.20±19.59 unit/mg protein) in fish stomach were at pH 2.0 (P<0.05). In pyloric caeca and intestine, the highest trypsin activities were at pH 8.0 (7.71±1.46 and 13.21±0.51 unit/mg protein, respectively). The highest lipase activities (P<0.05) in pyloric caeca were at pH 8.5 (3.13±0.78 unit/mg protein) while those in intestine at pH 8.0 (0.70±0.15 unit/mg protein). The highest amylase activities were at pH 7.0 (177.79±15.38 and 115.77±7.20 unit/mg protein, (P<0.05)) in pyloric caeca and intestine, respectively. Investigation on digestive enzyme activities from hatching (0 DPH) to 30 DPH (average body length and weight of 8.50±0.50 mm, 28.67±1.41 mg, respectively) showed that pepsin activities increased at a constant rate until 30 DPH. Trypsin activities slowly increased from hatching until 15 DPH and risened rapidly from 17-30 DPH while those of lipase exhibited an increasing trend from hatching and a sharp increase at 30 DPH. Amylase activities appeared at low levels during 3-4 DPH then, increased slowly during 5-21 DPH and rapidly amplified during 24-30 DPH. The results from the present study are useful for estimating larval fish digestibility and growth that are fundamental for development of suitable feed for larval stages of spotted scat.References
Assavaaree, M., Ruensirikul, J. & Chusrirat, L. (2019). Effect of stocking densities on growth and survival of spotted scat (Scatophagus argus Linnaeus, 1766). Annual Report of Coastal Aquaculture Research and Development Center Region 6 (Songkhla). (pp 50-67), Department of Fisheries, Ministry of Agriculture and Cooperatives, Thailand. (in Thai)
Barry, T.P. & Fast, A.W. (1988). Natural history of the spotted scat (Scatophagus argus) In: A.W. Fast (Ed) Spawning Induction and Pond Culture of the Spotted Scat (Scatophagus argus) in Philippines. (pp 4-30). Technical Report. USA: Hawaii Institute of Marine Biology.
Bergmeyer, H. U., Bergmeyer, J. & Grassl, M. (1974). Methods of Enzymatic Analysis. 2nd Edition, Volume II. New York: Academic Press.
Boonprasert, W., Chaibu, P., Mengumphan, K., Promya, J. & Chitmanat, C. 2019. Effect of artificial water colors on enzymes activity, TC/ratio and growth performance of juveniles Asian seabass (Lates calcarifer Bloch, 1790) rearing in recirculating aquaculture system (RAS). Journal of Fisheries Technology Research, 13(2), 11-24. (in Thai)
Choonhapran, A. (1997). Study on fisheries resource and population change in Songkhla Lake. Proceedings of the 35th Kasetsart University Annual Conference: Fisheries, Science, Engineering, Environmental Management, Home Economics, Education and Economics. (pp. 17-26). Bangkok: Kasetsart University. (in Thai)
De Silva, S. S. & Anderson, T. A. (1995). Fish Nutrition in Aquaculture. London: Chapman and Hall.
Engrola, S., Figucira, L., Conceicao, L.E.C., Gavaia, P.J., Ribeiro, L. & Dinis, M.T. (2009). Co-feeding in Senegalese sole larvae with inert diet from mouth opening promotes growth at weaning. Aquaculture, 288, 264-227
Houde, D.E. & Scheckter, R.C. (1981). Growth rates, rations and cohort consumption of marine fish larvae in relation to prey concentrations. Rapports et Proces-verbaux des Réunions. Conseil International pour l'Éxploration de la Mer, 178, 441–453.
Krogdahl, A., Sundby, A. & Holm, H. (2015). Characteristics of digestive processes in Atlantic salmon (Salmo salar). Enzyme pH optima, chyme pH, and enzyme activities. Aquaculture, 449, 27-36
Kuz’mina, V.V. (1996). Influence of age on digestive enzyme activity in some freshwater teleosts. Aquaculture, 148, 25-37
Ma, H., Cahu, C., Zambonino, J., Yu, H., Duan, Q., Le Gall, M.M. & Mai, K. (2005). Activities of selected digestive enzymes during larval development of large yellow croaker (Pseudosciaena crocea). Aquaculture, 245, 239–248.
Musikasung, W., Assava-aree, A., Tongsaksa, V. & Prasertsom, P. (2014). Feeding of Scatophagus argus (Linnaeus, 1766) in the Outer Songkhla Lake. Proceedings of 52nd Kasetsart University Annual Conference: Fisheries, Agricultural Extension and Home Economics. (pp. 106-113). Bangkok: Kasetsart University. (in Thai)
Lowry, O.H., Rosebrough, N.J., Farr, A.L. & Randall, R.J. (1951). Protein measurement with the Folin phenol reagent. Journal of Biological Chemistry, 193 (1), 265–75
Nalinanon, S., Benjakul, S. & Kishimura, H. (2010). Biochemical properties of pepsinogen and pepsin from the stomach of albacore tuna (Thunnus alalunga). Food Chemistry, 121, 49-55
Natalia, Y., Hashim, R., Ali, A. & Chong, A. (2004). Characterization of digestive enzymes in a carnivorous ornamental fish, the Asian bony tongue Scleropages formosus (Osteoglossidae). Aquaculture, 233,305-320
Ruensirikul, J., Assawaaree, M., Danayadol, Y. & Chusrirat, L. (2008). Successful in artificial insemination of spotted scat, Scatophagus argus Linnaeus, 1766 using LHRHa. Thai Fisheries Gazette, 61, 413-420. (in Thai)
Ruensirikul, J., Assawaaree, M., Danayadol, Y. & Chusrirat, L. (2009). Nursing and larval development of spotted scat, Scatophagus argus Linnaeus, 1766. Thai Fisheries Gazettte, 62,13- 22. (in Thai)
Ruensirikul, J. & Chiayvareesajja, S. (2019). Timing of oocyte recruitment and reproductive performance of female hatchery-reared spotted scat (Scatophagus argus Linnaeus, 1766) after artificial insemination. Maejo International Journal of Science and Technology, 13(2), 148-160
Rust, M.B. (2002). Nutritional physiology. In: Halver, J.E. & Hardy, R. W. (Eds) Fish Nutrition (3rd Edition). (pp. 368-446). California: Elsevier Science.
Sabapathy, U. & Teo, L.H. (1995). Some properties of the intestinal proteases of the rabbitfish, Siganus canaliculatus (Park). Fish Physiology Biochemistry, 14, 215–221
Solovyeva, M.M., Kashinskayaa, E.N., Izvekovab, G.I. & Glupova, V.V. (2015). pH values and activity of digestive enzymes in the gastrointestinal tract of fish in Lake Chany (West Siberia). Journal of Ichthyology, 55 (2), 251–258
Srichanun, M., Tantikitti, C., Utarabhandnd, P. & Kortner, T.M. (2013). Gene expression and activity of digestive enzymes during the larval development of Asian seabass (Lates calcarifer). Comparative Biochemistry and Physiology B, 165, 1–9.
Vuthiphandchai, V. (1993). Fish Nutrition. Bangkok: OA Printing (in Thai)
Wongchinawit, S. & Paphavasit, N. (2009). Ontogenetic niche shift in the spotted scat, Scatophagus argus, in Pak Phanang estuary, Nakhon Si Thammarat Province, Thailand. The Natural History Journal of Chulalongkorn University, 9(2), 143-169
Yang, R., Xie, C., Fan, Q., Gao, C. & Fang, L. (2010). Ontogeny of the digestive tract in yellow catfish Pelteobagrus fulvidraco larvae. Aquaculture, 302, 112–123.
Zambonino Infante, J.L.& Cahu, C.L. (1994). Influence of diet on pepsin and some pancreatic enzymes in seabass (Dicentrarchus labrax) larvae. Comparative Biochemistry and Physiology A, 109, 209–212.
Zhao, L., Budge, S.M., Ghaly, A.E., Brooks, M.S. & Dave, D. (2011). Extraction, purification and characterization of fish pepsin: A critical review. Journal of Food Process Technology, 2,126. doi:10.4172/2157-7110.1000126